电泳仪数据异常？3分钟读懂迁移率异常的4种原因及处理方法

作者：六一生物发布时间：2025-06-12 09:45:30 点击：

实验室里，满怀期待地等待电泳结果，却发现条带迁移率和预期大相径庭——本该清晰分离的条带，要么跑得太快挤成一团，要么慢悠悠拖在后面。这种数据异常不仅浪费样品和时间，还可能让整个实验功亏一篑。其实，90%的迁移率异常都逃不过这4个原因，掌握快速处理方法，3分钟就能让电泳“重回正轨”！

一、样品“暗藏玄机”：从纯度到状态的全面影响

故障表现

核酸电泳时，本该单一的条带变成弥散的“云雾”；蛋白质电泳中，目标条带位置出现多条杂带，迁移速度混乱。某高校学生做PCR产物电泳，结果条带全部弥散，重复三次都是如此，实验陷入僵局。

核心原因

1. 样品降解：核酸样品被核酸酶污染，蛋白质样品遭遇蛋白酶攻击，大分子裂解成小分子，迁移速度自然变快。
2. 样品聚集：蛋白质形成多聚体，核酸相互缠绕成团，分子体积变大，在凝胶中“举步维艰”，迁移率显著降低。
3. 杂质干扰：样品中盐分过高、存在未去除的提取试剂，会改变分子的电荷状态和迁移环境，导致迁移异常。

处理方案

1. 纯度检测：取少量样品，通过琼脂糖凝胶电泳（核酸）或SDS-PAGE（蛋白质）初步判断纯度。若条带弥散或出现杂带，重新提取样品，并在操作中严格无菌、无酶环境，比如使用RNase-Free的枪头和离心管。
2. 浓度优化：使用分光光度计测定核酸样品在260nm处的吸光值，计算浓度；蛋白质样品则用Bradford法或BCA法测定。确保样品浓度在合适范围（核酸一般50 - 100ng/μL，蛋白质1 - 5mg/mL），浓度过高时用缓冲液稀释。
3. 杂质去除：对样品进行透析处理，用透析袋去除小分子杂质；或通过乙醇沉淀（核酸）、丙酮沉淀（蛋白质）的方法，重新纯化样品后再电泳。

二、缓冲液“掉链子”：pH与离子强度的双重挑战

故障表现

电泳过程中，条带迁移速度突然变慢，甚至停止；不同批次实验，相同样品的迁移率差异巨大。某科研团队因缓冲液问题，导致多次实验数据无法重复，耗费大量时间排查。

问题根源

1. pH值偏差：缓冲液的pH值直接影响分子的带电状态。例如，蛋白质在不同pH下的解离程度不同，带电性质和电荷量改变，迁移方向和速度也随之变化。
2. 离子强度异常：离子强度过高，会产生强大的电渗作用，阻碍分子迁移；离子强度过低，缓冲能力不足，无法维持稳定的pH环境，同样导致迁移率异常。
3. 缓冲液变质：缓冲液使用次数过多，成分发生改变，缓冲性能下降；或储存不当，被微生物污染，影响电泳效果。

解决步骤

1. pH精准测量：使用高精度pH计测量缓冲液pH值（如TAE缓冲液正常pH为7.4 - 7.6），若偏离标准范围，重新配制缓冲液。配制时，严格按照配方比例添加试剂，充分搅拌溶解后，用pH计校准。
2. 离子强度调控：通过电导率仪测定缓冲液的电导率，换算成离子强度。若离子强度异常，调整缓冲液浓度或更换新的缓冲液。一般来说，电泳常用缓冲液的离子强度在0.01 - 0.1mol/L之间。
3. 缓冲液更换：记录缓冲液使用次数，通常不超过3次，超过后及时更换。储存时，将缓冲液放在4℃冰箱，避免阳光直射和微生物污染；若发现缓冲液变浑浊、有异味，立即丢弃。

三、凝胶“不给力”：浓度与均匀度的关键作用

故障表现

条带在凝胶中迁移时发生扭曲、变形；本该分离的条带无法有效分开，分辨率极低。某实验室新配的凝胶，跑出来的条带全部歪歪扭扭，实验结果毫无参考价值。

原因剖析

1. 凝胶浓度不当：凝胶浓度过高，孔径变小，大分子难以通过，迁移速度减慢；浓度过低，孔径过大，分子迁移缺乏筛选性，条带容易扩散。
2. 交联度异常：交联剂用量不准确，导致凝胶的网状结构不合理，影响分子的迁移路径和速度。
3. 凝胶凝固不均：倒胶时桌面不水平、环境震动，或者凝胶混合不均匀，都会导致凝胶局部浓度不一致，分子在不同区域的迁移速度出现差异。

应对措施

1. 浓度匹配：根据样品分子大小选择合适的凝胶浓度。例如，分离小分子核酸（如miRNA），可选用12% - 15%的聚丙烯酰胺凝胶；分离大分子蛋白质（如膜蛋白），7% - 8%的琼脂糖凝胶更合适。
2. 均匀度把控：配制凝胶时，确保试剂充分溶解，加热琼脂糖时使用磁力搅拌器，避免局部过热。倒胶时，保持桌面水平，在通风良好且无震动的环境中静置凝固（琼脂糖凝胶通常需30 - 40分钟）。凝固后，用手电筒侧照凝胶，观察是否有明暗不均的情况，若有，重新制备。
3. 交联度校准：严格按照配方比例添加交联剂（如过硫酸铵、TEMED），混合后尽快倒胶，避免交联反应提前发生。若对交联度把握不准，可先进行小试，调整交联剂用量，找到最佳条件。

四、电泳条件“出岔子”：电压、温度的微妙影响

故障表现

电压升高后，条带迁移速度加快，但变得模糊、扩散；电泳过程中，仪器发热严重，甚至自动关机，条带分离不完全。某实验员为了节省时间调高电压，结果条带全部“糊”成一片，实验白费。

影响因素

1. 电压/电流异常：电压过高，分子迁移速度过快，产热增加，可能导致分子变性，同时条带扩散加剧；电压过低，迁移时间过长，容易受外界因素干扰，条带分辨率降低。电流大小与样品的性质和浓度有关，不合适的电流会影响迁移效率。
2. 温度失控：电泳过程中温度升高，缓冲液的黏度降低，电阻减小，电流增大，分子迁移速度加快。高温还可能引起蛋白质变性、核酸解链，破坏分子结构，影响迁移率。
3. 电泳时间不当：电泳时间过短，分子未充分分离；时间过长，条带可能扩散、拖尾，甚至反向迁移。

调整策略

1. 电压/电流优化：根据样品的性质和凝胶类型，参考相关文献或经验，确定合适的电压和电流范围。例如，核酸电泳一般采用80 - 120V电压；蛋白质电泳，恒流模式下可设置10 - 20mA。实验过程中，密切观察条带迁移情况，适时调整电压、电流。
2. 温度控制：使用带有冷却系统的电泳仪，或在电泳槽周围放置冰袋，保持电泳温度稳定（一般控制在4 - 25℃）。同时，注意避免冷凝水进入电泳槽，影响实验。
3. 时间精准把握：根据预期的迁移距离和分子大小，估算电泳时间。在实验过程中，定时观察条带迁移情况，可在凝胶边缘加入示踪染料（如溴酚蓝），当染料迁移到合适位置时，及时停止电泳，避免时间过长或过短。

电泳仪迁移率异常看似复杂，实则有章可循。下次实验遇到数据异常，按照这4个方向快速排查，就能精准定位问题，高效解决。你在电泳实验中还踩过哪些“坑”？欢迎在评论区分享，一起攻克实验难题！

本文由北京六一生物编辑整理。

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