电泳仪实验中，我是这样精准优化核酸电泳条件的

作者：六一生物发布时间：2025-08-26 09:18:54 点击：

作为一名常年泡在实验室的生物学研究者，我和电泳仪打交道已有五年多时间。还记得第一次做核酸电泳时，那条模糊不清、拖尾严重的带状图让我沮丧不已。如今，经过反复试错和经验积累，我终于掌握了精准优化核酸电泳条件的诀窍，今天就把这些干货分享给大家。

一、从失败开始：我的电泳“翻车”史

刚开始接触电泳实验时，我以为只要按protocol操作就能得到漂亮的结果。现实却给我上了一课——条带模糊、跑歪、甚至完全看不见。最尴尬的一次是在课题组汇报中展示我的电泳结果，导师看了半天问：“你这是做的什么？抽象画吗？”全场哄笑，我恨不得找个地缝钻进去。

正是这次经历让我下定决心，一定要攻克电泳技术难关。

摸索出的关键优化策略

1. 凝胶浓度选择：不只看说明书

我最初犯的错误就是不管检测什么大小的DNA片段都用1%的琼脂糖凝胶。后来才发现，凝胶浓度需要根据目标核酸分子大小精确选择：

- 0.8%-1%凝胶：适合大片段DNA（500-10,000 bp）
- 1.5%-2%凝胶：适合中小片段DNA（200-2,000 bp）
- 2%-3%凝胶：适合小片段DNA（<500 bp）

我的经验是：先确定目标片段大小，再反推凝胶浓度，这会大大提高分辨率。

2. 电压与时间：找到最佳平衡点

“高压快跑”是新手常犯的另一个错误。电压过高会导致产热过多，使凝胶温度升高，DNA条带模糊甚至融化。通过反复试验，我找到了电压与时间的黄金比例：

- 对于常规检测：5-8 V/cm的电场强度最为合适
- 对于大片段分离：降低至3-5 V/cm
- 对于小片段分离：可提高到10-15 V/cm

我的小技巧：在电泳槽旁放个小风扇，帮助散热，可以有效改善条带形状。

3. 缓冲液不是配角：pH值与离子强度的重要性

曾经我为了省事，重复使用TAE缓冲液好几次，结果条带越来越模糊。后来才知道，缓冲液的pH值和离子强度会随着电泳进行而变化，直接影响迁移率。

现在我严格执行：

- 每次新鲜配制缓冲液
- 槽内和配胶使用同一批缓冲液
- 定期检查pH值（TAE应为8.0-8.3）
- 每跑3-4次胶更换一次槽内缓冲液

这个简单的改变让我的电泳结果稳定性提高了至少50%。

4. 核酸上样量：少即是多

以前总担心信号太弱，于是拼命加大上样量，结果就是条带过度饱和、拖尾严重。经过反复测试，我发现最佳上样量在20-100 ng之间，具体取决于：

- 检测方法：EB染色需要更多样品，SYBR系列染料更敏感可减少上样
- 目的：定性分析可少些，定量需要精确控制
- 孔大小：标准孔50-100 ng，小孔25-50 ng

5. 分子量标准的选择：不只是参照物

最初我认为分子量标准随便选一个就行，后来发现选择合适的标准品至关重要。我现在常备三种标准：

- 宽范围标准：用于未知样本的初步检测
- 高密度标准：用于精确确定片段大小
- 专一范围标准：用于特定大小范围的片段分析

二、经过多年实践，我总结了一个电泳前检查清单：

1、凝胶浓度与目标片段大小匹配
2、缓冲液新鲜配制且pH值正确
3、电压设置符合片段大小需求
4、上样量控制在适当范围
5、选择合适分子量标准
6、点样孔无损坏
7、电极连接正确（记住：黑对黑，红对红）
8、冷却系统就绪（如果有）

三、写在最后

电泳是分子生物学的基础技术，但真正做好并不容易。我从最初的“抽象画大师”到现在能稳定获得清晰条带，走了不少弯路。希望我的经验能帮助你少踩坑，更快获得漂亮的电泳结果。

记住，优秀的电泳结果不是偶然，而是每个细节都精准控制的结果。现在每次看到那清晰的条带，我都会想起那段“翻车”岁月，感谢那些失败教会我的宝贵经验。

如果你也有电泳方面的心得或问题，欢迎在评论区分享交流！

本文由北京六一生物编辑整理。

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